Preview

Российские нанотехнологии

Расширенный поиск

Влияние модифицирования наноалмаза на смачиваемость поверхности оптического кислородного датчика и биологическое обрастание при длительных измерениях in situ

https://doi.org/10.21517/1992-7223-2019-7-8-81-90

Полный текст:

Аннотация

Предложен способ управления смачиваемостью поверхности фторированного материала и контроля биообрастания за счет внедрения в структуру модифицированного наноалмаза. На примере сенсора молекулярного кислорода с помощью комплекса методов определены оптимальные условия модифицирования, не приводящие к изменению прочих функциональных свойств материала, таких как градуировочная зависимость и время отклика. Испытания in vitro показали, что небольшое количество аминированных наноалмазов придает поверхности бактерицидные свойства, но при большом содержании, напротив, наблюдается улучшенная адгезия биоматериала за счет уменьшения гидрофобности. Длительные испытания in situ в условиях, симулирующих биореактор с активно растущей биомассой, продемонстрировали практически полное отсутствие биологического обрастания у модифицированного материала и значительное обрастание сенсора из традиционно применяемого полистирола.

ВВЕДЕНИЕ

Оптический метод измерения растворенного кислорода, основанный на тушении фосфоресцен­ции красителя, становится все более распростра­ненным как в промышленности, так и в научных исследованиях [1]. Он считается одним из лучших благодаря высокой чувствительности, селективно­сти, отсутствию потребления аналита в процессе измерения, широкому спектру доступных индика­торов и вариантов изготовления чувствительных элементов, которые можно адаптировать к кон­кретной задаче. В [2] был разработан композици­онный материал для оптического кислородного сенсора, состоящий из микрочастиц нанострук- турированного SiO2 с адсорбированным красите­лем, которые распределены во фторсодержащем полимере, защищающем краситель от вымывания и препятствующим адсорбции биоматериала. Не­смотря на использование полимеров, полученный материал имеет линейную градуировочную зави­симость, как и в случае мезопористых структур [3], и благодаря фторированной гидрофобной поверх­ности в значительно меньшей степени подвержен биологическому обрастанию, чем традиционные сенсоры, и устойчив к воздействию органических сред, например алифатических углеводородов [4]. Настоящая работа посвящена разработке техно­логии тонкой настройки характеристик матери­ала за счет дополнительного модифицирования его поверхности функциональными группами.

Это может требоваться, например, для дополни­тельной защиты от биологического обрастания [5] или, напротив, для улучшения адгезии при созда­нии биорецепторных элементов [6].

Использование полимерных матриц из фтор­содержащих материалов обычно позволяет из­бежать биообрастания поверхности за счет уве­личения краевого угла смачивания водой [7]. Другим несомненным преимуществом этих мате­риалов является их устойчивость к синглетному кислороду — неизбежному побочному продукту процесса измерения. Но такой сенсор, как пра­вило, невозможно использовать для получения биорецептора [6] и поэтому необходима разработ­ка фактически нового биологически совместимо­го материала. Синтез фторированных полимеров обычно происходит в крайне жестких условиях [8, 9], ограничивающих круг возможных сополимеров и потенциальный набор функциональных групп. Другой подход, связанный с активацией и функци- онализацией поверхности уже готового полимера или изделия, тоже требует довольно жестких усло­вий даже для частично фторированных образцов. Самым щадящим из таких методов, по мнению ав­торов, является обработка в тлеющем разряде [10]. Не затрагивая основной слой материала, что явля­ется несомненным плюсом при обработке готово­го композитного сенсора, данный метод приводит к образованию различных функциональных групп лишь на поверхности, но, к сожалению, практиче­ски не позволяет контролировать их тип и соотно­шение.

В последнее время все большее внимание иссле­дователей привлекают выдающиеся механические и оптические свойства наноалмаза детонацион­ного синтеза (ДНА) в сочетании с биосовмести­мостью и возможностью модифицирования по­верхности или включения в структуру материала [11, 12]. Процесс получения достаточно хорошо изучен [13], и они находят все новые области при­менения. Например, показана каталитическая ак­тивность частиц в реакции парового риформинга, причем без нанесенного Pt-Ru-катализатора [14]. Установлено, что за способность чистого ДНА вести данный процесс ответственны карбониль­ные и карбоксильные группы на его поверхности. Благодаря наличию поверхностного электростати­ческого заряда частицы наноалмаза значительно увеличивают прочность адгезионного контакта между полимерным волокном и термореактивным связующим композитного материала [15]. Этот же эффект позволяет создавать новые технологии выделения белков [16, 17]. На примере бактерий Pseudomonas putida k12 ранее было доказано анти­бактериальное воздействие, вызванное наруше­нием целостности клеточной стенки при взаимо­действии с полярными группами на поверхности модифицированного ДНА [18].

В настоящей работе демонстрируется способ модификации фторированного полимерного ма­териала за счет внедрения наноалмазов с различ­ными функциональными группами и на примере оптического сенсора молекулярного кислорода исследуется влияние на его характеристики.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

В качестве модифицируемой подложки исполь­зовали композитный материал оптического кисло­родного сенсора. Процесс его изготовления опти­мизирован и подробно описан ранее [3]. Материал состоит из микрочастиц наноструктурированного SiO2 (Merck silica gel 60) с адсорбированным ком­плексом Pt(II) 5,10,15,20-тетракис(2,3,4,5,6- пентафторфенил)-порфирина (PtTFPP, Frontier Scientific, www.frontiersci.com), широко применяе­мым как в научных исследованиях, так и при про­изводстве коммерческих анализаторов кислорода [19]. Частицы распределены во фторсодержащем полимере — фторопласт 42 (“ГалоПолимер”, www. halopolymer.ru), защищающем сенсор от вымыва­ния красителя и биологического обрастания.

Для закрепления на поверхности в настоящей работе применяли модифицированные наноалма­зы детонационного синтеза марки УДА-ГО-СП (фирма “Синта”, Беларусь, http://sinta.biz/produkt.html). Это полидисперсные порошки с размером ча­стиц 30—900 нм и удельной поверхностью 295 м2/г. Всего использованы три модификации этих на­ноалмазов: аминированные (ДНАамин) и хлори­рованные (ДНАхл), а также частицы смешанной обработки (ДНАамин+хл). ДНАхл синтезировали, прогревая УДА-ГО-СП в смеси CCl4/Ar, содержа­щей 3% СС14, при 400°C в течение 5 ч [12, 18]. ДНА­амин получали из ДНАхл путем нагрева в чистом аммиаке при давлении 1 атм. и 300°C в течение 2 ч. ДНАамин+хл получали аналогично, сокращая время реакции в аммиаке до 1 ч. Наличие функци­ональных групп в образцах оценивали по спектрам ИК-спектрам (ИК-фурье-спектрометр Bruker Equinox 55 с приставкой диффузного отражения EasiDiffTM фирмы PIKE Technologies), сравнивая их со спектром исходных УДА-ГО-СП.

Для равномерного нанесения ДНА на поверх­ность модифицируемого материала готовили их суспензии в глицерине следующих концентраций: 6, 8, 10 и 12 г/дм3, выдерживали в ультразвуковой ванне в течение 20 мин, после чего сразу наноси­ли по 30 мкл на образцы (пленки круглой формы со средним диаметром 1 см). Далее помещали их в сушильный шкаф (СНОЛ-3,5.3,5.3,5/3,5-И2М, «ТермИКС») и выдерживали 12 ч при температуре в интервале 130-170°С в атмосфере аргона. Итого­вое содержание частиц на поверхности составило 2.3, 3.1, 3.8 и 4.6 · 10-4 г/см2.

После нанесения ДНА и отжига образцов оценивали прочность крепления наноалмазов на поверхности. Для этого делали микрофотогра­фии подложек, затем помещали их в плоскодон­ные колбы с дистиллированной водой и выдержи­вали на шейкере (PREMED, WU-4) в течение 3 ч при скорости перемешивания 160 об/мин. После этого сушили образцы на воздухе и выполняли по­вторное фотографирование, оценивая количество вымытых частиц.

Краевые углы смачивания θ образцов во­дой измеряли с помощью прибора Easy Drop DSA100 (KRUSS, Германия) и программного обеспечения Drop Shape Analysis с усреднени­ем по трем точкам поверхности каждого образца в четырех повторностях для каждой концентрации ДНА (погрешность единичного измерения ±1°).

Градуировочные зависимости для модифи­цированного композитного материала получа­ли с помощью анализатора “Эксперт-009” (ООО “Эконикс-Эксперт”, Россия) [20] и специализиро­ванной установки [21], позволяющей варьировать давление в системе от атмосферного до 2 · 10-3 кПа (1.5 · 10-2 мм рт. ст.) с погрешностью ±0.11 кПа. Время отклика и фотостабильность оценивали аналогично процедуре, применявшейся ранее для немодифицированного материала [3].

В экспериментах по изучению биообраста­ния была использована чистая культура факуль­тативно-анаэробных органотрофных бактерий Pseudomonasputida k12. Штамм является непатоген­ным, при этом филогенетически близким другому представителю этого рода Pseudomonas areginosa — синегнойной палочке — распространенному воз­будителю кожных и внутренних заболеваний, из­вестному способностью образовывать биопленки [22, 23].

Культивирование микроорганизмов проводи­ли в жидкой микробиологической среде состава, г/дм3: пептон — 4.0, дрожжевой экстракт — 2.5, глюкоза — 1.0, NaCl — 1.0. Чувствительные элемен­ты испытывали в in vitro- и in situ-экспериментах. В первом случае сравнивали композитные сенсоры с тремя типами покрытий ДНА (ДНАамин, ДНАхл и ДНАамин+хл) и различным содержанием частиц на поверхности, определяя оптимальные условия модификации композитного материала. Во втором типе эксперимента оценивали биообрастание и его влияние на время отклика датчиков в реальном времени, при этом моделировали условия аэро- тенка с активно растущей биомассой.

Образование биопленки на поверхности чув­ствительных элементов в in vitro-эксперименте определяли при четырехкратной повторности для каждого образца с помощью дыхательного МТТ- теста, основанного на способности клеточных оксидоредуктазных ферментов восстанавливать тетразолиевый краситель 3-(4,5-диметилтиазол- 2-ил)-2,5-дифенил-тетразолиум бромид (МТТ) в нерастворимый формазан [24, 25]. В качестве контроля использовали композитный матери­ал без покрытия ДНА. Образцы помещали в сре­ду для культивации бактерий, автоклавировали 40 мин при Pih6 = 0.5 атм и t = 110°C, далее добавля­ли инокулят бактерий Pseudomonas putida штамма k12 и культивировали при 28°С в течение 7 дней. После этого заливали чувствительные элементы 0.1%-ным раствором МТТ (тиазолил синий/ тетразолия бромид) в среде состава, г/100 мл: бактотриптон — 1, дрожжевой экстракт — 0.5, натрия хлорид — 1. Затем инкубировали 1 ч при 28°С. После завершения инкубации сливали жидкость и экстрагировали краситель 99%- ным раствором ДМСО. Через сутки измеряли оптическую плотность OD590 MTT на фотометре «Эксперт-003» (ООО «Эконикс-Эксперт», Россия) на длине волны 590 нм.

В эксперименте in situ проводили оценку из­менения времени отклика сенсоров в результате биообрастания бактериями Pseudomonas putida k12. Сравнивали следующие типы материалов: компо­зитный материал с модификацией, максимально препятствующей биообрастанию и выявленной в in vitro-эксперименте (Ф42+ДНА), материал без модификации поверхности (Ф42), полисти- рольный сенсор (ПС), полученный по ранее опи­санной технологии [20].

Для культивирования бактерий была исполь­зована жидкая низкоминерализованная среда [26], г/дм3: NH4Cl — 1.0, K2HPO4 — 1.5, KH2PO4 — 0.75, NaCl — 0.8, MgSO4 7H2O — 0.1, KCl — 0.1, Na2SO4 — 0.8, NaNO3 - 1.0, CH3COONa — 1.0, дрожжевой экстракт — 0.5, глюкоза — 2.0 (в каче­стве источника углерода и донора электронов).

Чувствительные элементы с полимерными по­крытиями были разделены на две группы. Первую выдерживали в среде (для культивации) с бактери­ями в течение 7 сут при t = 28°C. После обрастания биопленками чувствительные элементы с тремя типами покрытий закрепляли на датчиках, кото­рые одновременно помещали в термостатируемую ячейку с перемешиванием 80 об/мин при t = 28°C, где далее на протяжении 7 сут проводили тесты по оценке времени отклика в бактериальной сре­де с добавлением инокулята. С периодичностью 3 раза в сутки раствор насыщали кислородом воз­духа с помощью микрокомпрессора. После стаби­лизации показаний продувку прекращали. Данный эксперимент можно рассматривать как симуляцию работы датчиков в многостадийном биотехноло­гическом процессе. У второй группы образцов также проводили оценку времени отклика в тече­ние 7 сут, но без предварительного выдерживания в микробиологической среде.

Сразу после завершения in ,«tw-измерений у обе­их групп чувствительных элементов оценивали степень биообрастания поверхности с помощью дыхательного МТТ-теста.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Наличие функциональных групп в образцах ДНА после проведения обработки оценивали по спектрам ИК, сравнивая их со спектром исход­ных УДА-ГО-СП (рис. 1). В зависимости от мето­да получения поверхность ДНА может содержать различные функциональные группы в разных со­отношениях [27]. В спектре исходных УДА-ГО- СП видна широкая полоса валентных колебаний O-H (3700—3200 см-1), это могут быть как группы на поверхности ДНА, так и в составе карбоксиль­ной группы. Кроме того, наблюдаются типичные пики валентных (3000—2800 см-1) и торсионных (максимум 1440 см-1) колебаний C—H, полоса присутствующего в воздухе CO2 (2400-2200 см-1), валентные колебания C=O карбонильной группы (максимум ~1720 см-1), являющейся составной ча­стью карбоксильной группы [11].

 

Рис. 1. ИК-фурье-спектры УДА-ГО-СП (1) и образцов ДНАхл (2), ДНАамин (J) и ДНАамин+хл (4).

 

В спектре ДНАхл полностью исчезает пик OH- группы, появляется новая полоса 1280 см-1 и за­метен сдвиг полосы C=O (максимум ~1780 см-1), что можно объяснить изменением окружения, например соседством с атомом Cl. В целом это позволяет говорить об образовании на поверх­ности хлорангидридных групп (R-COCl). У ДНА- амин, получаемых из ДНАхл, виден изначально отсутствовавший интенсивный пик в области 1620-1670 см-1, который соответствует несколько смещенной полосе вторичных амидов. Эта полоса является характерной для всех амидов и возника­ет вследствие валентных колебаний C=O, сме­щенных в область высоких частот из-за соседства с более электроотрицательным атомом N и сме­щенных в область низких частот в результате ре­зонанса с неподеленной электронной парой атома N и водородной связью [11]. Кроме того, вновь появляется пик в области 3700—3200 см-1, в дан­ном случае отвечающий валентным колебаниям N-H, и значительно уменьшается интенсивность полосы 1280 см-1. Для частиц ДНАамин+хл ин­тенсивность характерной полосы амидов (1620— 1670 см-1) практически вдвое меньше, что говорит о частичной замене атомов хлора на ΝΗ^^^^ι и наличии на поверхности обоих типов функцио­нальных групп.

Далее определили оптимальную температуру отжига сенсора после нанесения суспензий ДНА в глицерине. При температурах меньше 160°С за­крепления ДНА на поверхности не происходило, и они практически полностью смывались во вре­мя встряхивания образцов на шейкере. При отжи­ге выше 160°С начинается частичное плавление полимера с потерей формы, также усиливается деградация индикатора. Оптимальной была вы­брана t = 160°С, при которой происходило лишь размягчение полимера, и наноалмазы вплавля­лись в верхний слой, прочно закрепляясь в нем. Примеры микрофотографий растровой электрон­ной микроскопии (РЭМ) сенсоров, полученных при оптимальной температуре отжига, приведены на рис. 2. На поверхности материала видны части­цы наноалмазов, вплавленные в аморфную поли­мерную структуру.

 

Рис. 2. РЭМ-изображения образцов Ф42 с покрытием ДНАамин с содержанием наноалмаза 3.8 · 10-4 г/см2.

 

Краевые углы смачивания образцов водой сильно зависят от содержания ДНА (рис. 3). Из­начально гидрофобный материал Ф42 (θ = 112°) с увеличением количества наноалмазов на по­верхности выше 3 · 10-4 г/см2 становится гидро­фильным (рис. 4), причем тип модификации ДНА на вид зависимости не влияет. Очевидно, что наблюдаемый эффект вызван увеличением числа несомых наноалмазами полярных функ­циональных групп на поверхности полимера. Схожесть зависимостей объясняется, если про­анализировать путь синтеза модифицированных ДНА. Все они получены из одной исходной марки УДА-ГО-СП путем хлорирования с образованием ДНАхл и последующей реакции замещения (мо­дификации ДНАамин и ДНАамин+хл). Поэтому при одинаковом содержании ДНА образцы со­держат и примерно равное число полярных функ­циональных групп.

 

Рис. 3. Микрофотографии краевых углов смачивания водой образцов с содержанием наноалмаза на поверхности 2.3 (а), 3.1 (б), 3.8 (в) и 4.6 · 10-4 г/см2 (г).

 

 

Рис. 4. Изменение краевого угла θ смачивания ком­позитного материала водой в зависимости от содер­жания наноалмаза на поверхности.

 

Градуировочные зависимости получаемых чув­ствительных элементов практически не отлича­ются от полученных ранее для исходного Ф42 [3], так как модификация затрагивает лишь поверх­ностный полимерный слой, не влияя на структу­ру микрочастиц SiO2 и распределение индикатора в них. Время отклика также практически не изме­нилось, поскольку частицы наноалмаза крепятся к поверхности сенсора, не увеличивая толщину полимерного слоя, занимая при этом лишь долю площади. Для водной среды время установления 95% от стабильных показаний при перемещении сенсора из воды со 100%-ным насыщением кисло­родом воздуха в бескислородную среду составило 65 с, для обратного процесса — 41 с.

Испытание материала на фотостабильность показало уменьшение интенсивности фосфорес­ценции на 3% за сутки, но при измерении време­ни жизни возбужденного состояния красителя по сдвигу фазы фотодеградацией можно прене­бречь [28].

Результаты МТТ-теста in viYro-эксперимента, определяющего физиологическую (дыхательную) активность клеток в биопленке, представлены на рис. 5. Покрытия с модификациями ДНАамин и ДНАхл (в меньшей степени) продемонстриро­вали угнетение микробного обрастания при ко­личестве 2.3 · 10-4 г/см2 (концентрация A). Данный результат коррелирует с проведенным ранее in viYro-исследованием антибактериальной активно­сти неиммобилизованного наноалмаза [18]. Од­нако с увеличением содержания на поверхности композитного материала ДНА независимо от типа его модификации дыхательная активность воз­растает. Для ДНАамин наблюдается постепенное увеличение дыхательной активности и даже в пре­дельном случае D биообрастание покрытия данно­го типа в разы меньше, чем у остальных образцов. Для покрытия с наноалмазами ДНАхл зависимость в целом такая же, но дыхательная активность всег­да выше, чем у ДНАамин, а для содержания D на­блюдается резкое увеличение (более чем в 2 раза). Образцы с ДНАамин+хл показали стабильно вы­сокую дыхательную активность во всем диапазо­не содержания ДНА (A-C) и такое же резкое ее увеличение при максимальном содержании D, как у образцов с ДНАхл.

 

Рис. 5. Микробное обрастание образцов (OD590 MTT относительно контроля) с содержанием наноалма­за 2.3 (А), 3.1 (B), 3.8 (C) и 4.6 · 10-4 г/см2 (D) после выдерживания в течение семи суток в микробио­логической среде с бактериями Pseudomonas putida штамма k12.

 

По-видимому, наблюдаемый эффект стиму­ляции биообрастания с увеличением содержания наноалмаза на образце вызван улучшением смачи­ваемости поверхности (рис. 4). В результате бакте­риальные пленки лучше адгезируются на чувстви­тельных элементах. Хотя ранее было показано, что именно эффективная сорбция играет ключе­вую роль в антибактериальной [18] и антивирусной [29] активности ДНА, в настоящей работе частицы иммобилизованы и их бактерицидная активность также ограничена.

Механизм антибактериального действия мо­дифицированных образцов ДНА аналогичен ме­ханизму, наблюдаемому у известных антисеп­тиков — производных гуанидина, являющихся поликатионными полимерами [30, 31]. Высокая плотность полярных групп одного заряда на поверх­ности ДНА приводит к тому, что при их тесном кон­такте с клеточными стенками происходит наруше­ние целостности клеточных мембран, приводящее к гибели клеток [18]. Однако в случае ДНАамин+хл бактерицидная активность отсутствует, что мож­но объяснить соседством на поверхности частиц функциональных групп разной полярности и соот­ветствующей взаимной компенсацией их зарядов. В результате не создается плотность заряда, необ­ходимая для разрушения бактериальной стенки, но смачиваемость поверхности при этом увеличи­вается, стимулируя биологическое обрастание.

Для дальнейших in situ-исследований был вы­бран сенсор с покрытием ДНАамин с содержанием частиц на поверхности 2.3 · 10-4 г/см2 (Ф42+ДНА). Он имеет минимально измененный краевой угол смачивания поверхности (рис. 4) и при этом де­монстрирует наибольшую бактерицидную актив­ность (рис. 5).

На графиках кинетических зависимостей, по­лученных в in situ-эксперименте (рис. 6), условно выделяли восходящую ветвь (зона I) — увеличение концентрации О2 вследствие начала аэрации среды кислородом воздуха; зона II — плато, отвечающее стабилизации показаний при аэрации; зона III — нисходящая ветвь, отвечающая снижению кон­центрации О2 после окончания аэрации вследствие дыхания клеток. Во всех опытах in situ у всех дат­чиков зона I является самой короткой по времени и не превышает 2 мин, т.е. наблюдаемые в значи­тельно более длительных зонах II и III изменения показаний не являются артефактами, вызванны­ми, например, большим временем отклика.

 

Рис. 6. Измерение cO2 в термостатируемой ячейке с Pseudomonas putida к12 с периодической аэрацией: а — первые, б — третьи, в — четвертые, г — пятые сутки эксперимента; 1 — Ф42+ДНАамин, 2 — Ф42, 3 — ПС.

 

В первые сутки эксперимента наблюдалась лаг-фаза развития, и вследствие низкой дыха­тельной активности клеток зона III значительно протяженнее, чем в последующие дни. В целом за все время эксперимента сенсоры продемон­стрировали близкие характеристики. На восходя­щей ветви I наименьшее время отклика показал материал Ф42 без наноалмазов. Ширина зоны III у всех трех типов сенсоров примерно одинаковая, но у датчика на основе полистирола окончание выхода на плато (зона I) и окончание зоны III за­метно больше по времени, что может объясняться накоплением слоя биопленок на нем. Стоит отме­тить, что к шестым суткам эксперимента равно­весный уровень кислорода, достигаемый при аэ­рации (зона II) постепенно снижался вследствие значительного увеличения количества клеток в среде.

В эксперименте с Pseudomonas putida k12 с пред­варительным обрастанием сенсоров в течение семи суток в среде с бактериями (рис. 7) ход зави­симостей аналогичен предыдущему эксперимен­ту (рис. 6), однако отличие в показаниях сенсора на основе ПС относительно остальных стало бо­лее очевидным. Если в первые сутки зависимости у всех датчиков практически совпадают, то с те­чением времени у сенсора на основе ПС все бо­лее увеличиваются зоны I и III, т.е. время выхода на плато после включения и после выключения аэ­рации. При этом оба сенсора на основе Ф42 пока­зывают очень схожие зависимости при изменении концентрации O2, и существенного увеличения времени отклика не происходит ни у одного из об­разцов композитного материала.

 

Рис. 7. Измерение cO2 в термостатируемой ячейке с Pseudomonasputida k12 (с предварительным обрастанием) с пери­одической аэрацией: а — первые, б — третьи, в — четвертые, г — седьмые сутки эксперимента; 1 — Ф42+ДНАамин, 2 — Ф42, 3 — ПС.

 

На рис. 8 представлены результаты ды­хательного теста сенсоров после in situ- эксперимента. Они подтверждают, что у образцов на основе полимера Ф42 с ДНАамин в количестве 2.3 · 10-4 г/см2 биообрастание практически отсут­ствует, так как оптическая плотность OD590 не превышает значений холостой пробы. Данный результат наблюдается в обоих вариантах прове­дения in situ-эксперимента как с предваритель­ной инкубацией в среде с клетками, так и без нее. Наибольшее обрастание показал сенсор на основе полистирола, по сравнению с ним дыхательная ак­тивность клеток на поверхности образцов Ф42 без ДНА в 5 раз меньше. Несмотря на то что у образ­цов на основе Ф42 обнаружено биообрастание, в эксперименте in situ их времена отклика сходны с показателями Ф42+ДНА.

 

Рис. 8. Микробное обрастание образцов (OD590 MTT) после in situ-эксперимента с бактериальными клет­ками, без предварительного обрастания в течение семи суток в микробиологической среде (I) и с пред­варительным обрастанием (II).

 

Сопоставляя результаты МТТ-теста с кинети­ческими зависимостями, можно сделать вывод, что из-за биообрастания поверхности, которое к седьмым суткам эксперимента достигает сво­его максимума, чувствительный элемент на ос­нове традиционно применяемого в сенсорах по­листирола показывает концентрацию кислорода не в объеме жидкости, а в присенсорном слое, об­разованном биопленками.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

На примере кислородного сенсора показан простой эффективный способ управления сма­чиваемостью поверхности в широком диапазоне за счет внедрения в пограничный слой наноал­мазов с различными функциональными группа­ми. При этом практически отсутствует заметное воздействие на другие характеристики, такие как градуировочная зависимость и время откли­ка. Показано, что закрепление небольшого ко­личества наноалмаза детонационного синтеза с аминогруппами придает поверхности бактери­цидный эффект, в том числе при длительных из­мерениях in vitro или in situ. Введение ДНА сме­шанного функционального состава, напротив, способствует адгезии биопленок на поверхности, и данный эффект может применяться при созда­нии биорецепторных сенсоров, где иммобилизо­ванные штаммы микроорганизмов используются для оценки токсического воздействия или опре­деления содержания определенного субстрата в анализируемой пробе.

Об авторах

А. Ю. Александровская
МИРЭА — Российский технологический университет (РТУ МИРЭА, Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова)
Россия
Москва


П. В. Мельников
МИРЭА — Российский технологический университет (РТУ МИРЭА, Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова)
Россия
Москва


А. В. Сафонов
Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН
Россия
Москва


Н. А. Абатурова
Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН
Россия
Москва


Б. В. Спицын
Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН
Россия
Москва


А. О. Наумова
МИРЭА — Российский технологический университет (РТУ МИРЭА, Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова)
Россия
Москва


Н. К. Зайцев
МИРЭА — Российский технологический университет (РТУ МИРЭА, Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова)
Россия
Москва


Список литературы

1. Wolfbeis O.S. // Bioessays. 2015. V. 37. P. 921. DOI: 10.1002/bies.201500002.

2. Antropov A.P., Ragutkin A.V., Melnikov P.V. et al. // IOP Conf. Ser.: Mater. Sci. Eng. 2018. V. 289. P. 012031. DOI: 10.1088/1757-899x/289/1/012031.

3. Мельников П.В., Наумова А.О., Александровская А.Ю. и др. // Российские нанотехнологии. 2018. Т. 13. № 11–12. С. 47.

4. Melnikov P.V., Kozhukhova A.E., Naumova A.O. et al. // Int. J. Eng. Trans. B. Applications. 2019. V. 32. № 5. P. 641. DOI: https://doi.org/10.5829/ije.2019.32.05b.03.

5. Chae K.H., Hong D.W., Lee M.K. et al. // Sensors Actuators B. 2012. V. 173. P. 636. DOI: 10.1016/j.snb.2012.07.086.

6. Bolivar J.M., Schelch S., Mayr T. et al. // ACS Catal. 2015. V. 5. № 10. P. 5984. DOI: 10.1021/acscatal.5b01601.

7. Zhu P., Meng W., Huang Y. // RSC Adv. 2017. V. 7. P. 3179. DOI: 10.1039/C6RA26409C.

8. Жаров А.А., Коновалова И.Б., Полунин Е.В. // Изв. РАН. Сер. хим. 2016. Т. 65. № 1. С. 233.

9. Соколов В.И., Горячук И.О., Заварзин И.В. и др. // Изв. РАН. Сер. хим.. 2019. Т. 68. № 3. С. 559.

10. Пискарев М.С., Гильман А.Б., Щеголихин А.Н. и др. // Химия высоких энергий. 2013. Т. 47. № 5. C. 381.

11. Mochalin V.N., Neitzel I., Etzold B.J.M. et al. // ACS Nano. 2011. V. 5. № 9. P. 7494. DOI: 10.1021/nn2024539.

12. Spitsyn B.V., Davidson J.L., Gradoboev M.N. et al. // Diam. Relat. Mater. 2006. V. 15. № 2–3. P. 296. DOI: 10.1016/j.diamond.2005.07.033.

13. Сакович Г.В., Жарков А.С., Петров Е.А. // Российские нанотехнологии. 2013. Т. 8. № 9–10. С. 11.

14. Бондаренко Г.Н., Ермилова М.М., Ефимов М.Н. и др. // Российские нанотехнологии. 2016. Т. 11. № 11–12. С. 41.

15. Куркин Т.С., Озерин А.Н., Тикунова Е.П. и др. // Российские нанотехнологии. 2015. Т. 10. № 11–12. С. 67.

16. Бондарь В.С., Гительзон И.И., Пузырь А.П. и др. // Российские нанотехнологии. 2008. Т. 3. № 5–6. С. 42.

17. Mogilnaya O., Ronzhin N., Artemenko K. et al. // Biocatalysis and Biotransformation. 2019. V. 37. № 2. Р. 97. DOI: 10.1080/10242422.2018.1472586.

18. Исакова А.А., Сафонов А.В., Александровская А.Ю. и др. // Физикохимия поверхности и защита материалов. 2017. Т. 53. № 2. С. 137.

19. Quaranta M., Borisov S.M., Klimant I. // Bioanal. Rev. 2012.V. 4. P. 115. DOI: 10.1007/s12566-012-0032-y

20. Зайцев Н.К., Дворкин В.И., Мельников П.В. и др. // Журн. аналит. химии. 2018. Т. 73. № 1. С. 73.

21. Zaitsev N.K., Melnikov P.V., Alferov V.A. et al. // Procedia Engineering. 2016. V. 168. Р. 309. DOI: 10.1016/j.proeng.2016.11.203.

22. Tolker-Nielsen T., Brinch U.C., Ragas P.C. et al. // J. Bacteriology. 2000. V. 182. № 22. Р. 6482. DOI: 10.1128/JB.182.22.6482-6489.2000.

23. Pamp S.J., Tolker-Nielsen T. // J. Bacteriology. 2007. V. 189. № 6. Р. 2531. DOI: 10.1128/JB.01515-06.

24. Buttke T.M., Mccubrey J.A., Owen T.C. // J. Immunol. Methods. 1993. V. 157. № 1–2. Р. 233. DOI: 10.1016/0022-1759(93)90092-l.

25. Mosmann T. // J. Immunol. Methods. 1983. V. 65. № 1–2. Р. 55. DOI:10.1016/0022-1759(83)90303-4.

26. Adkins J.P., Cornell L.A., Tanner R.S. // Geomicrobiol. J. 1992. V. 10. Р. 87. DOI: 10.1080/01490459209377909.

27. Burleson T., Yusuf N., Stanishevsky A. // J. Achievements Materials Manufacturing Engineering. 2009. V. 37. № 2. Р. 258.

28. Wang X., Wolfbeis O.S. // Chem. Soc. Rev. 2014. V. 43. Р. 3666. DOI: 10.1039/C4CS00039K.

29. Ivanova M., Burtseva E., Ivanova V. et al. // MRS Proceedings. 2012. V. 1452. DOI:10.1557/opl.2012.1226.

30. Qian L., Guan Y., He B. et al. // Polymer. 2008. V. 49. №. 10. Р. 2471. DOI: 10.1016/j.polymer.2008.03.042.

31. Escamilla-García E., Alcázar-Pizaña A.G., SegovianoRamírez J.C. et al. // Int. J. Microbiol. 2017. V. 2017. Р. 5924717. DOI: 10.1155/2017/5924717.


Просмотров: 60


ISSN 1992-7223 (Print)