Preview

Российские нанотехнологии

Расширенный поиск

Глюкозный биосенсор на основе печатного электрода, модифицированного одностенными углеродными нанотрубками и терморасширенным графитом

Полный текст:

Аннотация

Исследована модификация электрода, полученного матричной печатью и содержащего глюкозооксидазу (ГО), одностенными углеродными нанотрубками (ОСУНТ) и  терморасширеным графитом (ТРГ). Модификация ОСУНТ вызывала эффект прямого  переноса электронов при окислении глюкозы. Оба наноматериала повышали коэффициент  чувствительности (КЧ) от значения 0.11 мА∙М–1 для электрода с ГО и ферроценом до 0.24  мА∙М–1 при модифкации ТРГ и до 0.62 мА∙М–1 при модификации ОСУНТ. Сравнение  характеристик полученных биосенсоров, содержащих ферроцен и наноматериалы с  безмедиаторным аналогом на основе ОСУНТ и ГО, показывает, что биосенсор обладает более высоким значением КЧ, составляющим 1.5 мА∙М–1. Повышение КЧ можно  объяснить появлением более эффективного переноса электронов от активных центров  фермента к электроду. Вольтамперометрические измерения показали, что перенос  электронов в безмедиаторном биосенсоре не осложнен химической реакцией и  осуществляется под диффузионным контролем. Практические испытания безмедиаторного  биосенсора позволяют говорить о его применимости для определения содержания глюкозы в различных средах, в том числе в средах бродильного производства.

Об авторах

В. А. Арляпов
Тульский государственный университет
Россия
300012, Тула, просп. Ленина, 92


С. С. Каманин
Тульский государственный университет
Россия
300012, Тула, просп. Ленина, 92


О. А. Каманина
Тульский государственный университет
Россия
300012, Тула, просп. Ленина, 92


А. Н. Решетилов
Тульский государственный университет Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина Российской академии наук
Россия

300012, Тула, просп. Ленина, 92

142290, Московская обл., Пущино, просп. Науки, 5



Список литературы

1. Решетилов А.Н. Биосенсоры и биотопливные элементы: исследования, ориентированные на практическое применение (Обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2015. T. 51. № 2. С. 268–274.

2. Mehrotra P. Biosensors and their applications — A review // J. Oral Biol. Craniofacial Res. 2016. V. 6. № 2. P. 153–159.

3. Justino C.I.L., Freitas A.C., Pereira R., Duarte A.C. Recent developments in recognition elements for chemical sensors and biosensors // TrAC Trends in Analytical Chemistry. 2015. V. 68. P. 2–17.

4. Hayat A., Marty J.L. Disposable screen printed electrochemical sensors: Tools for environmental monitoring // Sensors (Switzerland). 2014. V. 14. №. 6. P. 10432–10453.

5. Каманин С.С., Арляпов В.А., Рогова Т.В., Решетилов А.Н. Модифицированные печатные электроды на основе глюкозооксидазы, иммобилизованной в гибридной кремнийорганической золь-гель-матрице // Биотехнология. 2014. Т. 2. С. 80–87.

6. Crulhas B.R., Ramos N.P., Basso C.R., Coste V.E., Castro G.R., Pedrosa V.A. Fabrication and Characterization of Ferrocenece Containing Hydrogel for Glucose Biosensor Application // Int. J. Electrochem. Sci. 2014. V. 9. P. 7596–7604.

7. Attar A., Ghica M.E., Amine A., Brett C.M.A. Poly(neutral red) based hydrogen peroxide biosensor for chromium determination by inhibition measurements // J. Hazard. Mater. 2014. V. 279. P. 348–355.

8. Hill B. Electrochemistry for Diabetes Management // Curr. Sep. 2005. V. 21. № 2. P. 45–48.

9. Bonanni A., Loo A.H., Pumera M. Graphene for impedimetric biosensing // TrAC Trends in Analytical Chemistry. 2012. V. 37. P. 12–21.

10. Alessandrini A., Facci P. Electron transfer in nanobiodevices // Eur. Polym. J. 2016. V. 83. P. 450–466.

11. Shrestha B.K., Ahmad R., Mousa H.M., Kim I.-G., Kim J.I., Neupane M.P., Park C.H., Kim C.S. High-performance glucose biosensor based on chitosan-glucose oxidase immobilized polypyrrole/ Nafion/functionalized multi-walled carbon nanotubes bio-nanohybrid film // Journal of Colloid and Interface Science. 2016. V. 482. P. 39–47.

12. Gupta S., Prabha C.R., Murthy C.N. Functionalized multiwalled carbon nanotubes/polyvinyl alcohol membrane coated glassy carbon electrode for efficient enzyme immobilization and glucose sensing // J. Environ. Chem. Eng. 2016. V. 4. № 4. P. 3734–3740.

13. Rogaleva N.S., Shkotova L.V., L’vova O.V., Garbuz V.V., Muratov V.B., Duda Т.І., Vasil’ev O.O., Korpan Ya.І., Biloivan О.А. Amperometric biosensor modified with multiwalled carbon nanotubes for glucose determination // Biotechnol. Acta. 2012. V. 5. № 1. P. 53–61.

14. Kurbanoglu S., Ozkan S.A., Merkoçi A. Nanomaterials-based enzyme electrochemical biosensors operating through inhibition for biosensing applications // Biosens. Bioelectron. 2017. V. 89. P. 886–898.

15. Ramesh P., Sampath S. A Binderless, Bulk-Modified, Renewable Surface Amperometric Sensor for NADH and Ethanol // Anal. Chem. 2000. V. 72. № 14. P. 3369–3373.

16. Ramesh P., Sampath S. Electrochemical and spectroscopic characterization of quinone functionalized exfoliated graphite // Analyst. 2001. V. 126. № 11. P. 1872–1877.

17. Calas-Blanchard C., Noguer T., Comtat M., Mauran S., Marty J.-L. Potentialities of expanded natural graphite as a new transducer for NAD+-dependent dehydrogenase amperometric biosensors // Anal. Chim. Acta. 2003. V. 484. № 1. P. 25–31.

18. Reshetilov A.N., Kitova A.E., Kolesov V.V., Yaropolov A.I. Mediator-free bioelectrocatalytic oxidation of ethanol on an electrode from thermally expanded graphite modified by Gluconobacter oxydans membrane fractions // Electroanalysis. 2015. V. 27. № 6. P. 1443–1448.

19. Wang Z., Dai Z. Carbon nanomaterial-based electrochemical biosensors: an overview // Nanoscale. 2015. V. 7. № 15. P. 6420– 6431.

20. Du F., Zhu L., Dai L. Carbon Nanotube-Based Electrochemical Biosensors // Biosensors Based on Nanomaterials and Nanodevices. 2013. P. 273–294.

21. Das P., Das M., Reddy S., Goswami P. Recent advances on developing 3rd generation enzyme electrode for biosensor applications // Biosens. Bioelectron. 2016. V. 79. P. 386–397.

22. Huang B.X., Kim H.-Y., Dass C. Probing three-dimensional structure of bovine serum albumin by chemical cross-linking and mass spectrometry // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2004. V. 15. № 8. P. 1237–1247.

23. Libertino S. et al. Immobilization of the Enzyme Glucose Oxidase on Both Bulk and Porous SiO₂ Surfaces // Sensors (Basel). 2008. V. 8. I. 9. P. 5637–5648.

24. Brena B.M., Batista-Viera F. Immobilization of enzymes // Methods in Biotechnology: Immobilization of Enzymes and Cells. 2nd ed. / ed. M. G.J. Totowa (N.J.): Humana press, 2006. V. 14. P. 15–30.

25. Арляпов В.А., Понаморева О.А., Алферов В.А., Алферов С.В., Решетилов А.Н. Применение низкоселективных микробных биосенсоров для определения содержания компонентов в многокомпонентных водных средах // Сенсорные системы. 2011. Т. 25. № 4. С. 352–360.

26. Yang T.-H., Hung C.-L., Ke J.-H., Zen J.-M. An electrochemically preanodized screen- printed carbon electrode for achieving direct electron transfer to glucose oxidase // Electrochem. commun. 2008. V. 10. № 7. P. 1094–1097.

27. Yang W., Ratinac K.R., Ringer S.P., Thordarson P., Gooding J.J., Braet F. Carbon nanomaterials in biosensors: should you use nanotubes or graphene? // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2010. V. 49. № 12. P. 2114–2138.

28. Shobha Jeykumari D.R., Ramaprabhu S., Sriman Narayanan S. A thionine functionalized multiwalled carbon nanotube modified electrode for the determination of hydrogen peroxide // Carbon. 2007. V. 45. № 6. P. 1340–1353.

29. Tinoco I.Jr., Sauer K., Wang J.C., Puglisi J.D., Harbison G., Rovnyak D. Chapter 7: Electrochemistry. In: Physical chemistry: principles and applications in biological sciences: book. Pearson Education. 2014. P. 238–263.

30. Guo C.X., Li C.M. Direct electron transfer of glucose oxidase and biosensing of glucose on hollow sphere-nanostructured conducting polymer/metal oxide composite // Phys. Chem. Chem. Phys. 2010. V. 12. № 38. P. 12153–12159.

31. Laviron E. General expression of the linear potential sweep voltammogram in the case of diffusionless electrochemical systems // J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem. 1979. V. 101. P. 19–28.

32. Cai C., Chen J. Direct electron transfer of glucose oxidase promoted by carbon nanotubes // Anal. Biochem. 2004. V. 332. № 1. P. 75–83.

33. Wang Z., Liu S., Wu P., Cai C. Detection of Glucose Based on Direct Electron Transfer Reaction of Glucose Oxidase Immobilized on Highly Ordered Polyaniline Nanotubes // Anal. Chem. 2009. V. 81. № 4. P. 1638–1645.

34. Sharp M., Petersson M., Edström K. Preliminary determinations of electron transfer kinetics involving ferrocene covalently attached to a platinum surface // J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem. 1979. V. 95. № 1. P. 123–130.

35. Wang S.-F., Chen T., Zhang Z.-L., Shen X.-C., Pang D.-W., Lu Z.-X., Wong K.-Y. Direct Electrochemistry and Electrocatalysis of Heme Proteins Entrapped in Agarose Hydrogel Films in Room-Temperature Ionic Liquids // Langmuir. 2005. V. 21. № 20. P. 9260–9266.

36. Gokoglan T.C., Soylemez S., Kesik M., Dogru I.B., Tukel O., Yuksel R., Unalam H.E., Toppare L. A novel approach for the fabrication of a flexible glucose biosensor: The combination of vertically aligned CNTs and a conjugated polymer // Food Chem. 2017. V. 220. P. 299–305.

37. Каманин С.С., Арляпов В.А., Мачулин А.В., Алферов В.А., Решетилов А.Н. Биосенсоры на основе модифицированных ферментных печатных электродов для контроля бродильных процессов // Журнал прикладной химии. 2015. Т. 88. № 3. С. 458–467.


Просмотров: 43


ISSN 1992-7223 (Print)